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대부분의 생쥐 대사 연구는 실온에서 수행되지만, 이러한 조건에서는 인간과 달리 생쥐는 체내 온도를 유지하기 위해 많은 에너지를 소모합니다. 본 연구에서는 차우차우 또는 45% 고지방 식이를 각각 섭취한 C57BL/6J 생쥐의 정상 체중 및 식이 유발 비만(DIO)에 대해 설명합니다. 생쥐는 간접 열량 측정 시스템을 사용하여 22, 25, 27.5, 30°C에서 33일 동안 배양했습니다. 본 연구에서는 에너지 소비가 30°C에서 22°C까지 선형적으로 증가하며, 두 생쥐 모델 모두에서 22°C에서 약 30% 더 높음을 보였습니다. 정상 체중 생쥐에서는 식이 섭취가 에너지 소비(EE)를 상쇄했습니다. 반대로, DIO 생쥐는 EE가 감소해도 식이 섭취를 줄이지 않았습니다. 따라서 연구 종료 시점에 30°C에 머문 생쥐는 22°C에 머문 생쥐보다 체중, 지방량, 혈장 글리세롤 및 중성지방 수치가 더 높았습니다. DIO 생쥐의 불균형은 쾌락 기반 식이의 증가 때문일 수 있습니다.
마우스는 인간 생리학 및 병태생리학 연구에 가장 흔히 사용되는 동물 모델이며, 신약 개발 초기 단계에서 흔히 사용되는 기본 동물입니다. 그러나 마우스는 몇 가지 중요한 생리적 측면에서 인간과 다르며, 상대적 스케일링을 어느 정도 인간에게 적용할 수 있지만, 마우스와 인간 사이의 가장 큰 차이점은 체온 조절과 에너지 항상성에 있습니다. 이는 근본적인 불일치를 보여줍니다. 성체 마우스의 평균 체중은 성체보다 최소 1,000배(50g 대 50kg) 적고, 미(Mee)가 설명한 비선형 기하학적 변환으로 인해 표면적 대 질량 비율은 약 400배 차이가 납니다. 방정식 2. 결과적으로 마우스는 체적에 비해 훨씬 더 많은 열을 손실하므로 온도에 더 민감하고 저체온증에 더 취약하며 평균 기초 대사율이 인간보다 10배 높습니다. 표준 실내 온도(~22°C)에서 쥐는 심부 체온을 유지하기 위해 총 에너지 소비량(EE)을 약 30% 증가시켜야 합니다. 더 낮은 온도에서는 22°C에 비해 15°C와 7°C에서 EE가 약 50%와 100% 더 증가합니다. 따라서 표준 사육 조건은 저온 스트레스 반응을 유도하며, 이는 현대 사회에 사는 인간이 대부분의 시간을 열중성 조건에서 보내기 때문에(표면 대 부피 면적 비율이 낮아 주변에 열중성 구역(TNZ)이 형성되어 온도에 덜 민감하기 때문) 마우스 결과의 인간으로의 전이성을 손상시킬 수 있습니다.기초 대사율 이상의 EE)는 ~19~30°C6에 걸쳐 있는 반면, 마우스는 2~4°C에 걸쳐 있는 더 높고 좁은 범위를 갖습니다7,8. 사실, 이 중요한 측면은 최근 몇 년 동안 상당한 주목을 받았으며4, 7,8,9,10,11,12 껍질 온도를 높이면 일부 "종 차이"를 완화할 수 있다는 제안이 있었습니다9. 그러나 마우스에서 열중성을 구성하는 온도 범위에 대한 합의는 없습니다. 따라서 단일 무릎 마우스의 열중성 범위에서 하위 임계 온도가 25°C에 가까운지 30°C에 가까운지는4, 7, 8, 10, 12 여전히 논란의 여지가 있습니다. EE 및 기타 대사 매개변수는 시간에서 일로 제한되어 있으므로 다양한 온도에 장기간 노출되었을 때 체중과 같은 대사 매개변수에 어느 정도 영향을 미치는지는 불분명합니다. 소비, 기질 이용, 포도당 내성, 혈장 지질 및 포도당 농도, 식욕 조절 호르몬. 또한, 식단이 이러한 매개변수에 어느 정도 영향을 미치는지 확인하기 위한 추가 연구가 필요합니다(고지방 식단을 섭취한 DIO 마우스는 쾌락 기반(쾌락적) 식단을 더 선호할 수 있음). 이 주제에 대한 더 많은 정보를 제공하기 위해, 정상 체중 성인 수컷 마우스와 45% 고지방 식단을 섭취한 식이 유발 비만(DIO) 수컷 마우스에서 사육 온도가 앞서 언급한 대사 매개변수에 미치는 영향을 조사했습니다. 마우스는 최소 3주 동안 22, 25, 27.5 또는 30°C에서 사육되었습니다. 표준 동물 사육장이 실온보다 낮은 경우가 드물기 때문에 22°C 미만의 온도는 연구되지 않았습니다. 정상 체중 및 단일 원형 DIO 마우스는 EE 측면에서 그리고 보호소/둥지 재료의 유무와 관계없이 보호소 온도 변화에 유사하게 반응하는 것을 발견했습니다. 그러나 정상 체중 마우스는 EE에 따라 식이 섭취량을 조절하는 반면, DIO 마우스의 식이 섭취량은 EE와 거의 무관하여 마우스의 체중이 더 많이 증가했습니다. 체중 데이터에 따르면, 지질과 케톤체의 혈장 농도는 30°C에서 DIO 마우스가 22°C에서 마우스보다 더 긍정적인 에너지 균형을 가짐을 보여주었습니다. 정상 체중 마우스와 DIO 마우스 사이의 에너지 섭취량과 EE 균형 차이의 근본적인 이유는 추가 연구가 필요하지만, DIO 마우스의 병태생리학적 변화 및 비만 식단으로 인한 쾌락 기반 식단의 영향과 관련이 있을 수 있습니다.
EE는 30°C에서 22°C까지 선형적으로 증가했으며 30°C에 비해 22°C에서 약 30% 더 높았습니다(그림 1a, b). 호흡 교환율(RER)은 온도와 무관했습니다(그림 1c, d). 음식 섭취량은 EE 역학과 일치했으며 온도가 낮아짐에 따라 증가했습니다(또한 30°C에 비해 22°C에서 약 30% 더 높았습니다(그림 1e, f). 물 섭취량. 체적과 활동 수준은 온도에 따라 달라지지 않았습니다(그림 1g).
수컷 마우스(C57BL/6J, 20주령, 개별 사육, n=7)를 연구 시작 전 1주일 동안 22°C의 대사 케이지에 사육했습니다. 배경 자료 수집 2일 후, 매일 오전 6시(조명기 시작)에 온도를 2°C씩 올렸습니다. 자료는 평균 ± 평균의 표준오차로 표시했으며, 어둠기(오후 6시~오전 6시)는 회색 상자로 표시했습니다. a 에너지 소비량(kcal/h), b 다양한 온도에서의 총 에너지 소비량(kcal/24시간), c 호흡 교환율(VCO2/VO2: 0.7~1.0), d 밝음 및 어둠기(VCO2/VO2)의 평균 RER(0값은 0.7로 정의). e 누적 사료 섭취량(g), f 24시간 총 사료 섭취량, g 24시간 총 수분 섭취량(ml), h 24시간 총 수분 섭취량, i 누적 활동량(m), j 총 활동량(m/24h). 마우스는 지정된 온도에서 48시간 동안 유지되었습니다. 24, 26, 28, 30°C 데이터는 각 주기의 마지막 24시간을 나타냅니다. 마우스는 연구 기간 동안 계속 섭취했습니다. 통계적 유의성은 일원 분산 분석(one-way ANOVA)을 반복 측정한 후 Tukey의 다중 비교 검정을 통해 검정했습니다. 별표는 초기 온도 22°C에 대한 유의성을, 음영은 표시된 다른 군 간의 유의성을 나타냅니다. *P < 0.05, **P < 0.01, **P < 0.001, ****P < 0.0001. *P < 0.05, **P < 0.01, **P < 0.001, ****P < 0.0001. *P <0,05, **P <0,01, **P <0,001, ****P <0,0001. *P<0.05, **P<0.01, **P<0.001, ****P<0.0001. *P < 0.05, **P < 0.01, **P < 0.001, ****P < 0.0001. *P < 0.05, **P < 0.01, **P < 0.001, ****P < 0.0001. *P <0,05, **P <0,01, **P <0,001, ****P <0,0001. *P<0.05, **P<0.01, **P<0.001, ****P<0.0001.전체 실험 기간(0~192시간)에 대한 평균값을 계산했습니다. n = 7.
정상 체중 생쥐와 마찬가지로, EE는 온도가 감소함에 따라 선형적으로 증가했으며, 이 경우 EE는 30°C에 비해 22°C에서 약 30% 더 높았습니다(그림 2a, b). RER은 온도에 따라 변하지 않았습니다(그림 2c, d). 정상 체중 생쥐와 달리, 사료 섭취량은 실온의 함수로서 EE와 일치하지 않았습니다. 사료 섭취량, 수분 섭취량, 그리고 활동 수준은 온도와 무관했습니다(그림 2e–j).
수컷(C57BL/6J, 20주) DIO 마우스를 연구 시작 전 1주일 동안 22°C의 대사 케이지에 개별적으로 수용했습니다. 마우스는 45% HFD를 자유롭게 섭취할 수 있습니다. 2일 동안 적응시킨 후 기준 데이터를 수집했습니다. 이후, 온도는 이틀에 한 번씩 오전 6시(조명 단계 시작)에 2°C씩 상승했습니다. 데이터는 평균 ± 평균의 표준 오차로 표시되었으며, 어둠 단계(오후 6시~오전 6시)는 회색 상자로 표시했습니다. a 에너지 소비량(kcal/h), b 다양한 온도에서의 총 에너지 소비량(kcal/24시간), c 호흡 교환율(VCO2/VO2: 0.7~1.0), d 밝음 및 어둠(VCO2/VO2) 단계의 평균 RER(0값은 0.7로 정의). e 누적 사료 섭취량(g), f 24시간 총 사료 섭취량, g 24시간 총 수분 섭취량(ml), h 24시간 총 수분 섭취량, i 누적 활동량(m), j 총 활동량(m/24h). 마우스는 지정된 온도에서 48시간 동안 유지되었습니다. 24, 26, 28, 30°C에 대한 데이터는 각 주기의 마지막 24시간을 나타냅니다. 마우스는 연구 종료 시까지 45% 고지방식이(HFD)를 유지했습니다. 통계적 유의성은 일원 분산 분석(one-way ANOVA)을 반복 측정한 후 Tukey의 다중 비교 검정을 통해 검증했습니다. 별표는 초기 온도 22°C에 대한 유의성을, 음영은 표시된 다른 군 간의 유의성을 나타냅니다. *P < 0.05, ***P < 0.001, ****P < 0.0001. *P < 0.05, ***P < 0.001, ****P < 0.0001. *Р<0,05, ***Р<0,001, ****Р<0,0001. *P<0.05, ***P<0.001, ****P<0.0001. *P < 0.05, ***P < 0.001, ****P < 0.0001. *P < 0.05, ***P < 0.001, ****P < 0.0001. *Р<0,05, ***Р<0,001, ****Р<0,0001. *P<0.05, ***P<0.001, ****P<0.0001.전체 실험 기간(0~192시간)에 대한 평균값을 계산했습니다. n = 7.
또 다른 일련의 실험에서, 우리는 동일한 매개변수에 대한 주변 온도의 효과를 조사했지만, 이번에는 특정 온도를 일정하게 유지한 마우스 그룹 간에 조사했습니다. 체중, 지방 및 정상 체중의 평균과 표준 편차의 통계적 변화를 최소화하기 위해 마우스를 4개 그룹으로 나누었습니다(그림 3a-c). 7일의 적응 후, 4.5일의 EE를 기록했습니다. EE는 낮과 밤 모두 주변 온도의 영향을 크게 받았으며(그림 3d), 온도가 27.5°C에서 22°C로 낮아짐에 따라 선형적으로 증가했습니다(그림 3e). 다른 그룹과 비교했을 때, 25°C 그룹의 RER은 다소 감소했으며, 나머지 그룹 간에는 차이가 없었습니다(그림 3f,g). EE 패턴 a에 평행한 음식 섭취는 30°C에 비해 22°C에서 약 30% 증가했습니다(그림 3h,i). 물 소비와 활동 수준은 그룹 간에 유의미한 차이가 없었습니다(그림 3j,k). 최대 33일 동안 서로 다른 온도에 노출된 결과, 체중, 근육량, 지방량에 군 간 차이가 나타나지 않았지만(그림 3n-s), 자가 보고된 수치에 비해 근육량은 약 15% 감소했습니다(그림 3n-s). 3b, r, c)) 그리고 지방량은 2배 이상 증가했습니다(약 1g에서 2~3g으로, 그림 3c, t, c). 하지만 30°C 온도 조절 캐비닛은 보정 오류가 있어 정확한 EE 및 RER 데이터를 제공할 수 없습니다.
- 8일 후의 체중(a), 근육량(b), 지방량(c)(SABLE 시스템으로 전환하기 1일 전).d 에너지 소비량(kcal/h).e 다양한 온도에서의 평균 에너지 소비량(0–108시간)(kcal/24시간).f 호흡 교환 비율(RER)(VCO2/VO2).g 평균 RER(VCO2/VO2).h 총 음식 섭취량(g).i 평균 음식 섭취량(g/24시간).j 총 수분 소비량(ml).k 평균 수분 소비량(ml/24시간).l 누적 활동 수준(m).m 평균 활동 수준(m/24시간).n 18일차 체중,o 체중 변화(-8일에서 18일차),p 18일차 근육량,q 근육량 변화(-8일에서 18일차),r 18일차 지방량, 지방량 변화(-8일에서 18일차). 반복 측정의 통계적 유의성은 Oneway-ANOVA를 거쳐 Tukey의 다중 비교 검정을 통해 검증되었습니다. *P < 0.05, **P < 0.01, ***P < 0.001, ****P < 0.0001. *P < 0.05, **P < 0.01, ***P < 0.001, ****P < 0.0001. *P <0,05, **P <0,01, ***P <0,001, ****P <0,0001. *P<0.05, **P<0.01, ***P<0.001, ****P<0.0001. *P < 0.05, **P < 0.01, ***P < 0.001, ****P < 0.0001. *P < 0.05, **P < 0.01, ***P < 0.001, ****P < 0.0001. *P <0,05, **P <0,01, ***P <0,001, ****P <0,0001. *P<0.05, **P<0.01, ***P<0.001, ****P<0.0001.데이터는 평균 + 평균의 표준오차로 표현되었으며, 어두운 시기(18:00-06:00)는 회색 상자로 표시되었습니다. 히스토그램의 점은 개별 마우스를 나타냅니다. 전체 실험 기간(0-108시간)에 대한 평균값을 계산했습니다. n = 7.
마우스는 기준선에서 체중, 제지방량, 지방량이 일치했고(그림 4a–c), 정상 체중 마우스를 대상으로 한 연구에서와 마찬가지로 22, 25, 27.5, 30°C에서 유지되었습니다. 마우스 그룹을 비교할 때, EE와 온도 간의 관계는 같은 마우스에서 시간에 따른 온도와 유사한 선형 관계를 보였습니다. 따라서 22°C에서 유지된 마우스는 30°C에서 유지된 마우스보다 약 30% 더 많은 에너지를 소비했습니다(그림 4d, e). 동물에 대한 효과를 연구할 때, 온도가 항상 RER에 영향을 미치는 것은 아니었습니다(그림 4f, g). 음식 섭취량, 물 섭취량 및 활동은 온도의 유의한 영향을 받지 않았습니다(그림 4h–m). 33일 동안 사육한 후, 30°C에서 유지된 마우스는 22°C에서 유지된 마우스보다 체중이 유의하게 더 높았습니다(그림 4n). 각각의 기준점과 비교했을 때, 30°C에서 사육한 쥐는 22°C에서 사육한 쥐보다 체중이 상당히 더 높았습니다(평균 ± 평균의 표준 오차: 그림 4o). 비교적 더 높은 체중 증가는 근육량 증가(그림 4r, s)보다는 지방량 증가(그림 4p, q) 때문이었습니다. 30°C에서 더 낮은 EE 값과 일관되게, BAT 기능/활성을 증가시키는 여러 BAT 유전자의 발현은 22°C에 비해 30°C에서 감소했습니다: Adra1a, Adrb3 및 Prdm16. BAT 기능/활성을 증가시키는 다른 주요 유전자는 영향을 받지 않았습니다: Sema3a(신경 돌기 성장 조절), Tfam(미토콘드리아 생합성), Adrb1, Adra2a, Pck1(포도당신생성) 및 Cpt1a. 놀랍게도, 열생성 활동 증가와 관련된 Ucp1과 Vegf-a는 30°C 그룹에서 감소하지 않았습니다. 실제로, 세 마리의 마우스에서 Ucp1 수치는 22°C 그룹보다 높았고, Vegf-a와 Adrb2는 유의미하게 증가했습니다. 22°C 그룹과 비교했을 때, 25°C와 27.5°C를 유지한 마우스에서는 변화가 없었습니다(보충 그림 1).
- 9일 후의 체중(a), 근육량(b), 지방량(c)(SABLE 시스템으로 전환하기 1일 전).d 에너지 소비량(EE, kcal/h).e 다양한 온도에서의 평균 에너지 소비량(0–96시간)(kcal/24시간).f 호흡 교환 비율(RER, VCO2/VO2).g 평균 RER(VCO2/VO2).h 총 음식 섭취량(g).i 평균 음식 섭취량(g/24시간).j 총 수분 소비량(ml).k 평균 수분 소비량(ml/24시간).l 누적 활동 수준(m).m 평균 활동 수준(m/24시간).n 23일차 체중(g),o 체중 변화, p 근육량,q 9일차와 비교한 23일차의 근육량(g) 변화, 23일차의 지방량(g), 8일차와 비교한 지방량(g), -8일차와 비교한 23일차. 반복 측정의 통계적 유의성은 Oneway-ANOVA를 거쳐 Tukey의 다중 비교 검정을 통해 검증되었습니다. *P < 0.05, ***P < 0.001, ****P < 0.0001. *P < 0.05, ***P < 0.001, ****P < 0.0001. *Р<0,05, ***Р<0,001, ****Р<0,0001. *P<0.05, ***P<0.001, ****P<0.0001. *P < 0.05, ***P < 0.001, ****P < 0.0001. *P < 0.05, ***P < 0.001, ****P < 0.0001. *Р<0,05, ***Р<0,001, ****Р<0,0001. *P<0.05, ***P<0.001, ****P<0.0001.데이터는 평균 + 평균의 표준오차로 표현되었으며, 어두운 시기(18:00-06:00)는 회색 상자로 표시되었습니다. 히스토그램의 점은 개별 마우스를 나타냅니다. 평균값은 전체 실험 기간(0-96시간)에 대해 계산되었습니다. n = 7.
인간과 마찬가지로 생쥐는 환경으로의 열 손실을 줄이기 위해 미세환경을 자주 조성합니다. 이러한 환경이 EE에 미치는 중요성을 정량화하기 위해, 가죽 보호대와 둥지 재료의 유무에 따라 22, 25, 27.5, 30°C에서 EE를 평가했습니다. 22°C에서 일반 가죽을 추가하면 EE가 약 4% 감소했습니다. 이후 둥지 재료를 추가하면 EE가 3~4% 감소했습니다(그림 5a, b). 집이나 가죽 + 침구를 추가했을 때 RER, 식이 섭취량, 수분 섭취량 또는 활동 수준에 유의미한 변화는 관찰되지 않았습니다(그림 5i–p). 가죽과 둥지 재료를 추가했을 때도 25°C와 30°C에서 EE가 유의미하게 감소했지만, 그 반응은 정량적으로 더 작았습니다. 27.5°C에서는 차이가 관찰되지 않았습니다. 주목할 점은 이 실험에서 EE가 온도가 증가함에 따라 감소하였는데, 이 경우 22°C에 비해 30°C에서 EE보다 약 57% 낮았습니다(그림 5c–h). 동일한 분석을 빛에 노출된 시기에 대해서만 수행했는데, 이 시기의 EE는 기초 대사율에 더 가깝습니다. 이 경우 마우스는 대부분 피부에 누워 있었기 때문에 서로 다른 온도에서 비슷한 효과 크기를 나타냈습니다(보충 그림 2a–h).
영어: 대피소와 둥지 재료(짙은 파란색), 집이지만 둥지 재료가 없는(연한 파란색), 집과 둥지 재료(주황색)에서 얻은 마우스에 대한 데이터. 22, 25, 27.5 및 30°C에서 방 a, c, e 및 g에 대한 에너지 소비(EE, kcal/h), b, d, f 및 h는 평균 EE(kcal/h)입니다. ip 22°C에서 사육된 마우스에 대한 데이터: i 호흡수(RER, VCO2/VO2), j 평균 RER(VCO2/VO2), k 누적 음식 섭취량(g), l 평균 음식 섭취량(g/24시간), m 총 수분 섭취량(mL), n 평균 수분 섭취량 AUC(mL/24시간), o 총 활동(m), p 평균 활동 수준(m/24시간). 데이터는 평균 + 평균의 표준 오차로 표시되며, 어두운 부분(18:00-06:00시)은 회색 상자로 표시됩니다. 히스토그램의 점은 개별 마우스를 나타냅니다. 반복 측정의 통계적 유의성은 Oneway-ANOVA를 거쳐 Tukey의 다중 비교 검정을 통해 검증되었습니다. *P < 0.05, **P < 0.01. *P < 0.05, **P < 0.01. *Р<0,05, **Р<0,01. *P<0.05, **P<0.01. *P < 0.05，**P < 0.01。 *P < 0.05，**P < 0.01。 *Р<0,05, **Р<0,01. *P<0.05, **P<0.01.전체 실험 기간(0~72시간)에 대한 평균값을 계산했습니다. n = 7.
정상 체중 마우스(2~3시간 금식)를 다양한 온도에서 사육했을 때, TG, 3-HB, 콜레스테롤, ALT, AST의 혈장 농도에는 유의미한 차이가 없었으나, HDL에는 온도에 따른 함수로 유의미한 차이가 나타났다(그림 6a-e). 렙틴, 인슐린, C-펩타이드, 글루카곤의 공복 혈장 농도 또한 군 간에 차이가 없었다(그림 6g-j). 포도당 부하 검사 당일(31일 동안 다양한 온도에서 금식 후) 기준 혈당 수치는 약 6.5 mM이었으며, 군 간에 차이가 없었다. 경구 포도당 투여는 모든 그룹에서 혈당 농도를 상당히 증가시켰지만, 최대 농도와 곡선 아래 증가 면적(iAUC)(15~120분)은 30°C에서 사육한 쥐 그룹에서 22, 25 및 27.5°C에서 사육한 쥐(서로 차이가 없음)에 비해 낮았습니다(개별 시간 지점: P < 0.05–P < 0.0001, 그림 6k, l). 경구 포도당 투여는 모든 그룹에서 혈당 농도를 상당히 증가시켰지만, 최대 농도와 곡선 아래 증가 면적(iAUC)(15~120분)은 30°C에서 사육한 쥐 그룹에서 모두 낮았습니다(개별 시간 지점: P < 0.05–P < 0.0001, 그림 6k, l). 이는 22, 25 및 27.5°C에서 사육한 쥐(서로 차이가 없음)에 비해 낮았습니다. Пероральное введение глукозы значительно повышало концентрация глукозы в крови во всех группах, но как пиковая 개념적, так и плоч и прирачения под Кривыми(iAUC) (15-120분) были ниже в группе мышей, содержаЂхся при 30 °C (отдельные временные точки: P < 0,05–P < 0,0001, рис. 6k, l) по сравнениу с мышами, содержаЂмися при 22, 25 и 27,5 ° C (которые не различались между собой). 포도당을 경구 투여하면 모든 그룹에서 혈당 농도가 상당히 증가했지만, 최대 농도와 곡선 아래 증가 면적(iAUC)(15~120분)은 30°C 마우스 그룹에서 모두 낮았습니다(별도의 시간 지점: P < 0.05~P < 0.0001, 그림 6k, l). 이는 22, 25 및 27.5°C에서 유지된 마우스(서로 차이가 없음)와 비교한 것입니다.口服葡萄糖的给药显着增加了所有组的血糖浓道，但下增加face积 (iAUC) (15-120 分钟) 均较低（各个时间点：P < 0.05–P < 0.0001，图6k，l)与饲养 22、25 和27.5°C 적소鼠(彼此之间没有差异)상比.口服 葡萄糖 的 给 药 显着 了 所有组 的 血糖 浓島 但 在 在 30 ° C 饲养 小鼠组 中 ， 浓島 와 曲线 下 增加side积 면积(IAUC) (15-120 分钟) 均 较 低 各 个 点 点 点 点 点: P < 0.05–P < 0.0001, 图6k, l) 与饲养 22, 25 및 27.5°C 적소鼠（彼此之间没有差异）상比.모든 그룹에서 포도당을 경구 투여하면 혈당 농도가 상당히 증가했지만, 최대 농도와 곡선 아래 면적(iAUC)(15~120분)은 모두 30°C를 섭취한 쥐 그룹에서 더 낮았습니다(모든 시점).: P < 0,05–P < 0,0001, рис. : P < 0.05–P < 0.0001, 그림.6l, l) 22, 25, 27.5°C에서 키운 쥐와 비교(서로 차이 없음).
성체 수컷 DIO(al) 마우스에게 지정된 온도에서 33일 동안 사료를 공급한 후 TG, 3-HB, 콜레스테롤, HDL, ALT, AST, FFA, 글리세롤, 렙틴, 인슐린, C-펩타이드, 글루카곤의 혈장 농도를 나타냈습니다. 혈액 채취 2~3시간 전에는 사료를 공급하지 않았습니다. 단, 경구 포도당 부하 검사는 예외였으며, 연구 종료 2일 전에 5~6시간 동안 금식시키고 적절한 온도에서 31일 동안 유지한 마우스를 대상으로 실시했습니다. 마우스는 체중 1kg당 2g의 포도당을 투여받았습니다. 곡선 아래 면적(L)은 증분 데이터(iAUC)로 표현되었습니다. 데이터는 평균 ± 표준오차(SEM)로 표시했습니다. 점은 개별 샘플을 나타냅니다. *P < 0.05, **P < 0.01, **P < 0.001, ****P < 0.0001, n = 7. *P < 0.05, **P < 0.01, **P < 0.001, ****P < 0.0001, n = 7. *P <0,05, **P <0,01, **P <0,001, ****P <0,0001, n = 7. *P<0.05, **P<0.01, **P<0.001, ****P<0.0001, n=7. *P < 0.05, **P < 0.01, **P < 0.001, ****P < 0.0001, n = 7. *P < 0.05, **P < 0.01, **P < 0.001, ****P < 0.0001, n = 7. *P <0,05, **P <0,01, **P <0,001, ****P <0,0001, n = 7. *P<0.05, **P<0.01, **P<0.001, ****P<0.0001, n=7.
DIO 마우스(2~3시간 절식 포함)에서 혈장 콜레스테롤, HDL, ALT, AST, FFA 농도는 두 그룹 간에 차이가 없었습니다. TG와 글리세롤은 22°C 그룹에 비해 30°C 그룹에서 유의하게 증가했습니다(그림 7a-h). 반면, 3-GB는 22°C에 비해 30°C에서 약 25% 낮았습니다(그림 7b). 따라서 22°C에서 유지된 마우스는 체중 증가에서 알 수 있듯이 전반적으로 양의 에너지 균형을 유지했지만, TG, 글리세롤, 3-HB의 혈장 농도 차이는 샘플링 시 22°C에서 마우스의 에너지 수준이 22°C에서보다 낮았음을 시사합니다. °C. 30°C에서 사육된 마우스는 상대적으로 에너지적으로 더 부정적인 상태에 있었습니다. 이와 일치하게, 추출 가능한 글리세롤과 TG의 간 농도는 30°C 그룹에서 더 높았지만, 글리코겐과 콜레스테롤은 그렇지 않았습니다(보충 그림 3a-d). 지방 분해의 온도 의존적 차이(혈장 TG와 글리세롤로 측정)가 부고환 또는 서혜부 지방의 내부 변화의 결과인지 조사하기 위해, 연구 종료 시 이러한 저장소에서 지방 조직을 추출하여 생체 외에서 유리 지방산과 글리세롤 방출을 정량화했습니다. 모든 실험군에서 부고환 및 서혜부 저장소의 지방 조직 샘플은 이소프로테레놀 자극에 반응하여 글리세롤과 유리지방산 생성이 최소 2배 증가했습니다(보충 그림 4a-d). 그러나 껍질 온도가 기저 또는 이소프로테레놀로 자극된 지방 분해에 미치는 영향은 발견되지 않았습니다. 체중과 지방량이 더 높음과 일치하게, 혈장 렙틴 수치는 22°C 군보다 30°C 군에서 유의하게 높았습니다(그림 7i). 반대로, 인슐린과 C-펩타이드의 혈장 수치는 온도 그룹 간에 차이가 없었지만(그림 7k, k), 혈장 글루카곤은 온도에 대한 의존성을 보였으며, 이 경우 반대 그룹의 거의 22°C는 30°C와 비교했을 때 두 배였습니다.FROM.그룹 C(그림 7l).FGF21은 다른 온도 그룹 간에 차이가 없었습니다(그림 7m).OGTT 당일 기준 혈당은 약 10mM이었고 다른 온도에서 사육한 마우스 간에 차이가 없었습니다(그림 7n).포도당을 경구 투여하면 혈당 수치가 증가했고 모든 그룹에서 투여 후 15분에 약 18mM의 농도에서 정점에 도달했습니다.iAUC(15–120분)와 투여 후 다른 시간 지점(15, 30, 60, 90 및 120분)에서의 농도에는 유의한 차이가 없었습니다(그림 7n, o).
성체 수컷 DIO(ao) 마우스에 33일간 식이를 공급한 후 TG, 3-HB, 콜레스테롤, HDL, ALT, AST, FFA, 글리세롤, 렙틴, 인슐린, C-펩타이드, 글루카곤, FGF21의 혈장 농도를 측정했습니다. 혈액 채취 2~3시간 전에는 식이를 공급하지 않았습니다. 경구 포도당 부하 검사는 예외적으로 연구 종료 2일 전에 체중 1kg당 2g의 용량으로 5~6시간 동안 금식시키고 31일 동안 적절한 온도에서 유지했습니다. 곡선 아래 면적 데이터(o)는 증분 데이터(iAUC)로 표시했습니다. 데이터는 평균 ± 표준 오차(SEM)로 표시했습니다. 점은 개별 샘플을 나타냅니다. *P < 0.05, **P < 0.01, **P < 0.001, ****P < 0.0001, n = 7. *P < 0.05, **P < 0.01, **P < 0.001, ****P < 0.0001, n = 7. *P <0,05, **P <0,01, **P <0,001, ****P <0,0001, n = 7. *P<0.05, **P<0.01, **P<0.001, ****P<0.0001, n=7. *P < 0.05, **P < 0.01, **P < 0.001, ****P < 0.0001, n = 7. *P < 0.05, **P < 0.01, **P < 0.001, ****P < 0.0001, n = 7. *P <0,05, **P <0,01, **P <0,001, ****P <0,0001, n = 7. *P<0.05, **P<0.01, **P<0.001, ****P<0.0001, n=7.
설치류 데이터의 인간으로의 이전 가능성은 생리학적 및 약리학적 연구 맥락에서 관찰의 중요성을 해석하는 데 핵심적인 역할을 하는 복잡한 문제입니다. 경제적 이유와 연구 촉진을 위해 마우스는 종종 열중성 영역보다 낮은 실온에 보관되는데, 이는 대사율을 증가시키고 잠재적으로 번역 가능성을 저해하는 다양한 보상 생리 시스템을 활성화시킵니다.9 따라서 마우스를 저온에 노출시키면 식이 유발 비만에 대한 저항성을 갖게 되고, 스트렙토조토신을 투여한 쥐에서 비인슐린 의존성 포도당 수송 증가로 인한 고혈당증을 예방할 수 있습니다. 그러나 다양한 관련 온도(실온에서 열중성까지)에 장기간 노출되는 것이 정상 체중 마우스(식품 섭취)와 DIO 마우스(고지방식이 섭취)의 에너지 항상성 차이와 대사 매개변수에 어느 정도 영향을 미치는지, 그리고 EE 증가와 식품 섭취 증가를 어느 정도 균형 있게 조절할 수 있는지는 명확하지 않습니다. 본 논문에서 제시하는 연구는 이 주제에 대한 명확성을 제공하는 것을 목표로 합니다.
정상 체중의 성인 마우스와 수컷 DIO 마우스에서 EE는 22~30°C의 실온과 반비례한다는 것을 보여줍니다. 따라서 22°C에서의 EE는 두 마우스 모델 모두에서 30°C에서보다 약 30% 더 높았습니다. 그러나 정상 체중 마우스와 DIO 마우스 사이의 중요한 차이점은 정상 체중 마우스가 낮은 온도에서 음식 섭취량을 적절히 조절하여 EE와 일치시킨 반면, DIO 마우스의 음식 섭취량은 다른 수준에서 달랐다는 것입니다. 연구 온도는 유사했습니다. 한 달 후, 30°C에서 유지된 DIO 마우스는 22°C에서 유지된 마우스보다 체중과 지방량이 더 많이 증가했지만 정상 인간은 같은 온도에서 같은 기간 동안 유지해도 열이 발생하지 않았습니다. 체중에 의존적인 차이. 체중 마우스. 열중성 근처 또는 실온과 비교했을 때, 실온에서의 성장은 고지방 식단을 섭취한 DIO 또는 정상 체중 마우스의 체중 증가가 상대적으로 적었지만 정상 체중 마우스 식단은 그렇지 않았습니다. 다른 연구17,18,19,20,21에서는 뒷받침되지만 모든 연구에서 뒷받침되는 것은 아닙니다.22,23.
열 손실을 줄이기 위한 미세환경을 만드는 능력은 열 중립성을 왼쪽으로 이동시키는 것으로 가정됩니다8, 12. 우리 연구에서 둥지 재료의 추가와 은폐는 모두 EE를 감소시켰지만 최대 28°C까지 열 중립성을 초래하지 않았습니다. 따라서 우리 데이터는 환경이 풍부한 집이 있거나 없는 단일 무릎 성체 마우스의 열 중립성의 최저점이 26-28°C여야 한다는 것을 뒷받침하지 않지만, 열 중립성을 보여주는 다른 연구를 뒷받침합니다8,12. 낮은 지점 마우스의 30°C 온도7, 10, 24. 문제를 복잡하게 만드는 것은 마우스의 열 중립점이 낮 동안 고정되지 않는 것으로 나타났는데, 휴식(조명) 단계에서 더 낮기 때문일 수 있으며, 이는 활동과 식이 유도 열생성의 결과로 칼로리 생성이 감소했기 때문일 수 있습니다. 따라서 조명 단계에서 열 중립성의 최저점은 ~29°С이고 어둠 단계에서는 ~33°С입니다25.
궁극적으로 주변 온도와 총 에너지 소비량의 관계는 열 발산에 의해 결정됩니다. 이러한 맥락에서 표면적 대 부피의 비율은 열 민감도의 중요한 결정 요인으로, 열 발산(표면적)과 열 발생(부피) 모두에 영향을 미칩니다. 표면적 외에도 열 전달은 단열(열 전달 속도)에 의해서도 결정됩니다. 인간의 경우, 체지방량은 체외막 주변에 단열 장벽을 형성하여 열 손실을 줄일 수 있으며, 생쥐의 경우 체지방량이 열 단열에도 중요하여 열중성점을 낮추고 열 중성점(곡선 기울기) 아래에서 온도 민감도를 감소시키는 것으로 알려져 있습니다. (주변 온도와 EE 비교)12. 본 연구는 에너지 소비량 데이터가 수집되기 9일 전에 체성분 데이터를 수집했고, 연구 기간 동안 체지방량이 일정하지 않았기 때문에 이러한 추정 관계를 직접적으로 평가하도록 설계되지 않았습니다. 그러나 정상 체중 및 DIO 생쥐는 체지방량이 최소 5배 차이가 있음에도 불구하고 30°C에서 22°C보다 EE가 30% 낮았기 때문에, 비만이 기본적인 단열 효과를 제공한다는 것을 뒷받침하지 못합니다. 요인, 적어도 조사된 온도 범위에서는 그렇지 않습니다. 이는 이 문제를 탐구하기 위해 더 잘 설계된 다른 연구들과 일치합니다4,24. 이 연구에서 비만의 단열 효과는 작았지만, 모피는 전체 열 단열의 30~50%를 제공하는 것으로 나타났습니다4,24. 그러나 죽은 생쥐의 경우, 사망 직후 열전도도가 약 450% 증가했는데, 이는 모피의 단열 효과가 혈관 수축을 포함한 생리적 기전의 작용에 필수적임을 시사합니다. 생쥐와 인간 사이의 모피 종 차이 외에도, 생쥐에서 비만의 낮은 단열 효과는 다음과 같은 고려 사항에 의해 영향을 받을 수 있습니다. 인간 지방량의 단열 요인은 주로 피하 지방량(두께)에 의해 매개됩니다26,27. 일반적으로 설치류의 경우 총 동물성 지방의 20% 미만입니다28. 또한, 총 지방량은 개인의 열 단열을 측정하는 최적의 척도가 아닐 수도 있습니다. 지방량이 증가함에 따라 표면적이 불가피하게 증가(따라서 열 손실 증가)하기 때문에 향상된 단열 효과가 상쇄된다는 주장이 있기 때문입니다.
정상 체중 마우스에서 TG, 3-HB, 콜레스테롤, HDL, ALT 및 AST의 공복 혈장 농도는 거의 5주 동안 다양한 온도에서 변하지 않았는데, 이는 마우스가 동일한 에너지 균형 상태에 있었기 때문일 것입니다.연구 종료 시와 체중 및 체성분이 동일했습니다.지방량의 유사성과 일치하게 혈장 렙틴 수치나 공복 인슐린, C-펩타이드 및 글루카곤에도 차이가 없었습니다.DIO 마우스에서 더 많은 신호가 발견되었습니다.22°C의 마우스도 이 상태에서 전반적인 음의 에너지 균형을 보이지 않았지만(체중이 증가했기 때문), 연구 종료 시 신체에서 케톤(3-GB)이 많이 생성되고 혈장에서 글리세롤과 TG 농도가 감소하는 등 30°C에서 키운 마우스에 비해 상대적으로 에너지가 부족했습니다. 그러나 지방 분해의 온도 의존적 차이는 지방에서 추출한 FFA와 글리세롤이 이러한 저장소 사이에 있기 때문에 부고환이나 사타구니 지방의 본질적인 변화(예: 지방호르몬 반응성 리파아제의 발현 변화)의 결과가 아닌 것으로 보입니다.온도 그룹은 서로 유사합니다.현재 연구에서 교감신경 톤을 조사하지 않았지만 다른 연구에서는 (심박수와 평균 동맥압을 기준으로) 마우스의 주변 온도와 선형적으로 관련이 있고 22°C보다 30°C에서 약 20% 낮다는 것을 발견했습니다.따라서 교감신경 톤의 온도 의존적 차이는 우리 연구에서 지방 분해에 역할을 할 수 있지만 교감신경 톤의 증가는 지방 분해를 억제하기보다는 자극하기 때문에 배양된 마우스에서 다른 메커니즘이 이 감소를 상쇄할 수 있습니다.체지방 분해에서의 잠재적 역할.실온. 더욱이, 지방 분해에 대한 교감신경 긴장도의 자극 효과 중 일부는 인슐린 분비의 강력한 억제에 의해 간접적으로 매개되며, 이는 인슐린 보충 중단이 지방 분해에 미치는 영향을 강조합니다30. 하지만 본 연구에서는 공복 혈장 인슐린과 다양한 온도에서의 C-펩타이드 교감신경 긴장도는 지방 분해를 변화시키기에 충분하지 않았습니다. 오히려, DIO 마우스에서 에너지 상태의 차이가 이러한 차이에 가장 큰 영향을 미치는 것으로 나타났습니다. 정상 체중 마우스에서 EE가 음식 섭취를 더 잘 조절하는 근본적인 이유는 추가 연구가 필요합니다. 그러나 일반적으로 음식 섭취는 항상성 및 쾌락 신호에 의해 조절됩니다31,32,33. 두 신호 중 어느 것이 정량적으로 더 중요한지에 대한 논쟁이 있지만31,32,33 고지방 식품의 장기간 섭취는 항상성과는 어느 정도 관련이 없는 쾌락 기반 섭식 행동을 유발한다는 것은 잘 알려져 있습니다. . – 조절된 음식 섭취34,35,36. 따라서 45% 고지방식이(HFD)로 처리한 DIO 마우스의 쾌락적 섭식 행동 증가는 이 마우스들이 식이 섭취와 EE의 균형을 맞추지 못하는 이유 중 하나일 수 있습니다. 흥미롭게도, 온도가 조절된 DIO 마우스에서는 식욕과 혈당 조절 호르몬의 차이가 관찰되었지만, 정상 체중 마우스에서는 관찰되지 않았습니다. DIO 마우스에서 혈장 렙틴 수치는 온도에 따라 증가했고 글루카곤 수치는 온도에 따라 감소했습니다. 온도가 이러한 차이에 직접적으로 영향을 미치는 정도는 추가 연구가 필요하지만, 렙틴의 경우, 22°C에서 마우스의 상대적인 음의 에너지 균형과 이로 인한 낮은 지방량 현상이 중요한 역할을 했습니다. 지방량과 혈장 렙틴은 높은 상관관계를 가지고 있기 때문입니다37. 그러나 글루카곤 신호의 해석은 더욱 복잡합니다. 인슐린과 마찬가지로 글루카곤 분비는 교감신경 긴장도 증가에 의해 강력하게 억제되었지만, 가장 높은 교감신경 긴장도는 혈장 글루카곤 농도가 가장 높은 22°C 군에서 나타날 것으로 예측되었습니다. 인슐린은 혈장 글루카곤의 또 다른 강력한 조절자이며, 인슐린 저항성과 2형 당뇨병은 공복 및 식후 고글루카곤혈증과 밀접한 관련이 있습니다 38,39. 그러나 본 연구에서 DIO 마우스는 인슐린에 민감하지 않았으므로 이것이 22°C 그룹에서 글루카곤 신호 전달 증가의 주요 요인이 될 수 없습니다. 간 지방 함량은 혈장 글루카곤 농도 증가와 양의 관련이 있으며, 그 메커니즘에는 간 글루카곤 저항성, 요소 생성 감소, 순환 아미노산 농도 증가, 아미노산 자극 글루카곤 분비 증가가 포함될 수 있습니다 40,41,42. 그러나 본 연구에서 글리세롤과 TG의 추출 가능한 농도가 온도 그룹 간에 차이가 없었기 때문에 이것이 22°C 그룹에서 혈장 농도 증가의 잠재적 요인이 될 수 없습니다. 트리요오드티로닌(T3)은 전반적인 대사율과 저체온에 대한 대사 방어 개시에 중요한 역할을 합니다 43,44. 따라서 중추 매개 기전에 의해 조절될 가능성이 있는 혈장 T3 농도는45,46 열중성 조건47에서 마우스와 사람 모두에서 증가하지만, 사람의 증가 폭은 마우스에서 더 작습니다. 이는 환경으로의 열 손실과 일치합니다. 본 연구에서는 혈장 T3 농도를 측정하지 않았지만, 30°C 그룹에서 농도가 더 낮았을 가능성이 있는데, 이는 이 그룹이 혈장 글루카곤 수치에 미치는 영향을 설명할 수 있습니다. 본 연구(그림 5a 업데이트)와 다른 연구자들은 T3가 용량 의존적으로 혈장 글루카곤을 증가시킨다는 것을 보여주었습니다. 갑상선 호르몬은 간에서 FGF21 발현을 유도하는 것으로 보고되었습니다. 글루카곤과 마찬가지로 혈장 FGF21 농도도 혈장 T3 농도와 함께 증가했지만(보충 그림 5b 및 참고 문헌 48), 본 연구에서 글루카곤과 비교했을 때 FGF21 혈장 농도는 온도의 영향을 받지 않았습니다. 이러한 불일치의 근본적인 이유는 추가 연구가 필요하지만, T3에 의한 FGF21 유도는 관찰된 T3에 의한 글루카곤 반응보다 더 높은 수준의 T3 노출에서 발생해야 합니다(보충 그림 5b).
HFD는 22°C에서 사육한 생쥐에서 포도당 내성 장애 및 인슐린 저항성(마커)과 강력하게 연관되어 있는 것으로 나타났습니다. 그러나 열중성 환경(여기서는 28°C로 정의)에서 자랄 때 HFD는 포도당 내성 장애 또는 인슐린 저항성과 연관이 없었습니다.19 저희 연구에서 이러한 관계는 DIO 생쥐에서는 재현되지 않았지만, 30°C에서 유지된 정상 체중 생쥐는 포도당 내성이 유의하게 개선되었습니다. 이러한 차이의 이유는 추가 연구가 필요하지만, 저희 연구에서 DIO 생쥐가 인슐린 저항성이었고 공복 혈장 C-펩타이드 농도와 인슐린 농도가 정상 체중 생쥐보다 12~20배 더 높았다는 사실에 영향을 받았을 가능성이 있습니다. 그리고 공복 혈중 포도당 농도는 약 10mM(정상 체중에서 약 6mM)이었는데, 이는 포도당 내성을 개선하기 위해 열중성 조건에 노출되었을 때 잠재적으로 유익한 효과가 나타날 수 있는 여지가 작다는 것을 의미합니다. 혼동을 줄 수 있는 요인은 실용적인 이유로 OGTT가 실온에서 수행된다는 것입니다. 따라서 더 높은 온도에서 사육된 쥐들은 경미한 저온 충격을 경험했으며, 이는 포도당 흡수/청소에 영향을 미칠 수 있습니다. 그러나 다양한 온도군에서 유사한 공복 혈당 농도를 고려했을 때, 주변 온도 변화는 결과에 유의미한 영향을 미치지 않았을 수 있습니다.
앞서 언급했듯이, 최근 실내 온도를 높이면 저온 스트레스에 대한 일부 반응이 완화될 수 있다는 사실이 강조되었는데, 이는 마우스 데이터를 인간에게 적용하는 데 의문을 제기할 수 있습니다. 그러나 인간 생리를 모방하기 위해 마우스를 사육하는 데 최적의 온도가 무엇인지는 명확하지 않습니다. 이 질문에 대한 답은 연구 분야와 연구 대상의 종결점에 따라 달라질 수 있습니다. 예를 들어 식단이 간 지방 축적, 당 내성, 인슐린 저항성에 미치는 영향을 살펴보겠습니다.19 에너지 소비 측면에서 일부 연구자들은 인간은 심부 체온을 유지하는 데 추가 에너지가 거의 필요하지 않기 때문에 열중성(thermoneutrality)이 사육에 최적의 온도라고 생각하며, 성체 마우스의 단일 무릎 온도를 30°C로 정의합니다.7,10 다른 연구자들은 성체 마우스가 한쪽 무릎을 꿇었을 때 일반적으로 경험하는 온도와 비슷한 온도가 23~25°C라고 생각합니다. 열중성 온도가 26~28°C이고, 인간보다 약 3°C 낮다는 점을 고려하면, 여기서 23°C로 정의되는 하한 임계 온도는 약 8.12°C입니다. 영어: 저희 연구는 열 중립성이 26-28°C4, 7, 10, 11, 24, 25에서 달성되지 않는다는 것을 명시하는 여러 다른 연구와 일치하며, 이는 23-25°C가 너무 낮음을 나타냅니다. 마우스의 실내 온도 및 열 중립성과 관련하여 고려해야 할 또 다른 중요한 요소는 단독 또는 그룹 사육입니다. 저희 연구와 같이 마우스를 개별적으로가 아니라 그룹으로 사육했을 때 온도 민감도가 감소했는데, 아마도 동물이 밀집되어 있었기 때문일 것입니다. 그러나 세 그룹을 사용했을 때 실내 온도는 여전히 LTL 25보다 낮았습니다. 이와 관련하여 아마도 가장 중요한 종간 차이는 저체온증에 대한 방어로서 BAT 활동의 정량적 유의성입니다. 따라서 마우스는 5°C에서만 60% 이상의 EE인 BAT 활동을 증가시켜 높은 칼로리 손실을 크게 보상했지만,51,52 인간의 BAT 활동이 EE에 기여하는 정도는 훨씬 더 높고 훨씬 작았습니다. 따라서 BAT 활동을 줄이는 것이 인간의 번역을 증가시키는 중요한 방법이 될 수 있습니다. BAT 활성의 조절은 복잡하지만 종종 아드레날린 자극, 갑상선 호르몬 및 UCP114,54,55,56,57 발현의 복합 효과에 의해 매개됩니다.우리의 데이터는 기능/활성화를 담당하는 BAT 유전자의 발현 차이를 감지하기 위해 22°C의 마우스와 비교하여 온도를 27.5°C 이상으로 높여야 함을 나타냅니다.그러나 30°C와 22°C에서 그룹 간에 발견된 차이는 항상 22°C 그룹에서 BAT 활성의 증가를 나타내는 것은 아니었습니다.22°C 그룹에서 Ucp1, Adrb2 및 Vegf-a가 하향 조절되었기 때문입니다.이러한 예상치 못한 결과의 근본 원인은 아직 결정되지 않았습니다.한 가지 가능성은 발현 증가가 실온 상승의 신호를 반영하지 않고 오히려 제거 당일에 30°C에서 22°C로 이동한 급성 효과를 반영할 수 있다는 것입니다(마우스는 이륙 5~10분 전에 이것을 경험했습니다).
본 연구의 일반적인 한계점은 수컷 마우스만 연구했다는 것입니다. 다른 연구에서는 단일 무릎 암컷 마우스가 열전도도가 높고 심부 온도를 더 엄격하게 조절하여 온도에 더 민감하기 때문에 성별이 주요 지표에서 중요한 고려 사항일 수 있음을 시사합니다. 또한, 암컷 마우스(고지방식이)는 같은 성별(이 경우 20°C)의 마우스를 더 많이 섭취한 수컷 마우스에 비해 30°C에서 에너지 섭취와 EE의 연관성이 더 컸습니다.20 따라서 암컷 마우스에서 열하동맥 함량의 영향은 더 높지만 수컷 마우스와 동일한 패턴을 보입니다. 본 연구에서는 EE를 조사하는 대부분의 대사 연구가 수행되는 조건인 단일 무릎 수컷 마우스에 초점을 맞추었습니다. 본 연구의 또 다른 한계점은 연구 기간 동안 마우스가 동일한 식단을 섭취했다는 점인데, 이로 인해 대사 유연성(다양한 다량 영양소 구성의 식이 변화에 대한 RER 변화로 측정)에 대한 실온의 중요성을 연구할 수 없었습니다. 20°C에 보관한 암컷 및 수컷 마우스와 30°C에 보관한 해당 마우스를 비교했을 때,
결론적으로, 본 연구는 다른 연구들과 마찬가지로, 랩 1 정상 체중 마우스가 예측된 27.5°C 이상에서 열중성 상태를 유지함을 보여줍니다. 또한, 본 연구는 비만이 정상 체중 또는 DIO 마우스에서 주요 단열 요인이 아니라는 것을 보여주며, 이는 DIO 마우스와 정상 체중 마우스에서 유사한 온도:EE 비율을 나타냅니다. 정상 체중 마우스의 사료 섭취량은 EE와 일치하여 전체 온도 범위에서 안정적인 체중을 유지한 반면, DIO 마우스의 사료 섭취량은 다른 온도에서 동일하여 30°C에서 마우스의 비율이 더 높았고, 22°C에서는 체중 증가가 더 많았습니다. 전반적으로, 마우스와 인간 연구 간에 종종 관찰되는 낮은 내약성 때문에 열중성 온도 이하에서 생활하는 것의 잠재적 중요성을 검토하는 체계적인 연구가 필요합니다. 예를 들어, 비만 연구에서 일반적으로 낮은 번역 가능성에 대한 부분적인 설명은 마우스 체중 감량 연구가 일반적으로 EE 증가로 인해 실온에 유지되는 중간 정도의 저온 스트레스를 받은 동물을 대상으로 수행된다는 사실 때문일 수 있습니다. 특히 작용 기전이 30°C보다 실온에서 더 활성화되고 활성이 높아지는 BAP의 활동을 증가시켜 EE를 증가시키는 경우, 사람의 예상 체중에 비해 과장된 체중 감소가 나타납니다.
덴마크 동물실험법(1987년) 및 국립보건원(공표번호 85-23)과 실험 및 기타 과학적 목적에 사용되는 척추동물 보호를 위한 유럽협약(유럽위원회 123호, 스트라스부르, 1985년)에 따라.
20주령 수컷 C57BL/6J 마우스를 프랑스 Janvier Saint Berthevin Cedex에서 구입하여 12:12시간의 명암 주기를 거친 후 표준 사료(Altromin 1324)와 물(~22°C)을 자유롭게 섭취하게 했습니다. 수컷 DIO 마우스(20주령)는 같은 공급업체에서 구입하여 사육 조건에서 45% 고지방 사료(Cat. No. D12451, Research Diet Inc., NJ, USA)와 물을 자유롭게 섭취하게 했습니다. 마우스는 연구 시작 1주일 전에 환경에 적응시켰습니다. 간접 열량 측정 시스템으로 옮기기 2일 전에 마우스의 체중을 측정하고 MRI(EchoMRITM, TX, USA) 스캔을 수행한 후 체중, 지방, 정상 체중에 따라 네 그룹으로 나누었습니다.
그림 8은 연구 설계의 그래픽 다이어그램을 보여줍니다. 마우스는 Sable Systems Internationals(네바다, 미국)의 폐쇄형 온도 조절 간접 열량 측정 시스템으로 옮겨졌습니다. 이 시스템에는 음식 및 수질 모니터와 빔 브레이크를 측정하여 활동 수준을 기록하는 Promethion BZ1 프레임이 포함되어 있습니다. XYZ. 마우스(n = 8)는 침구를 사용했지만 은신처와 둥지 재료는 사용하지 않고 12:12시간 낮:밤 주기(낮: 06:00~18:00)로 22, 25, 27.5 또는 30°C에서 개별적으로 사육했습니다. 2500ml/분. 마우스는 등록 전 7일 동안 적응시켰습니다. 기록은 4일 연속으로 수집했습니다. 그 후 마우스를 각각의 온도인 25, 27.5 및 30°C에서 추가로 12일 동안 사육한 후 아래에 설명된 대로 세포 농축액을 첨가했습니다. 한편, 22°C에서 유지한 쥐 그룹은 이 온도에서 2일 더 유지했고(새로운 기준 데이터를 수집하기 위해), 그런 다음 빛 단계가 시작될 때(06:00) 이틀마다 2°C씩 온도를 높여 30°C에 도달했습니다. 그 후 온도를 22°C로 낮추고 2일 더 데이터를 수집했습니다. 22°C에서 추가로 2일 동안 기록한 후 모든 온도의 모든 세포에 피부를 추가했고, 2일째(17일)와 3일 동안 데이터 수집을 시작했습니다. 그 후(20일), 빛 주기가 시작될 때(06:00) 모든 세포에 둥지 재료(8-10g)를 추가했고 3일 더 데이터를 수집했습니다. 따라서 연구가 끝날 때 22°C에서 유지한 쥐는 이 온도에서 21/33일 동안, 22°C에서 마지막 8일 동안 유지했고, 다른 온도의 쥐는 이 온도에서 33일 동안 유지했습니다. 연구 기간 동안 쥐에게 먹이를 주었습니다.
정상 체중 및 DIO 마우스는 동일한 연구 절차를 따랐습니다. -9일차에 마우스의 체중을 측정하고 MRI 검사를 실시한 후, 체중과 체성분이 비슷한 그룹으로 나누었습니다. -7일차에 마우스를 SABLE Systems International(미국 네바다주)에서 제조한 폐쇄형 온도 조절 간접 열량 측정 시스템으로 옮겼습니다. 마우스는 침구와 함께 개별적으로 사육되었지만 둥지나 보호소는 제공되지 않았습니다. 온도는 22, 25, 27.5 또는 30°C로 설정했습니다. 1주일간의 적응 기간(-7일~0일, 동물을 방해하지 않음) 후, 4일 연속(0~4일, 그림 1, 2, 5 참조)에 걸쳐 데이터를 수집했습니다. 이후 25, 27.5, 30°C에서 사육한 마우스는 17일차까지 일정한 온도에서 사육했습니다. 동시에 22°C 군의 온도는 빛 노출 시작 시 온도 주기(06:00 h)를 조정하여 이틀에 한 번씩 2°C 간격으로 증가시켰습니다(데이터는 그림 1에 표시됨). 15일째에 온도가 22°C로 떨어졌고 2일치의 데이터를 수집하여 후속 처리를 위한 기준 데이터를 제공했습니다. 17일째에 모든 마우스에 피부를 추가했고 20일째에 둥지 재료를 추가했습니다(그림 5). 23일째에 마우스의 무게를 측정하고 MRI 스캔을 실시한 다음 24시간 동안 그대로 두었습니다. 24일째에 마우스를 광주기 시작(06:00)부터 절식시켰고 12:00에 OGTT(2 g/kg)를 투여했습니다(6-7시간 절식). 그 후, 마우스를 각각의 SABLE 조건으로 되돌리고 2일째(25일)에 안락사시켰습니다.
DIO 마우스(n = 8)는 정상 체중 마우스와 동일한 프로토콜을 따랐습니다(위 및 그림 8 참조). 마우스는 에너지 소비 실험 기간 동안 45%의 HFD를 유지했습니다.
VO2와 VCO2, 그리고 수증기압은 2.5분의 셀 시간 상수로 1Hz 주파수에서 기록되었습니다. 음식과 물 섭취량은 음식과 물통의 무게를 연속 측정(1Hz)하여 수집했습니다. 사용된 품질 모니터는 0.002g의 분해능을 나타냈습니다. 활동 수준은 3D XYZ 빔 어레이 모니터를 사용하여 기록했으며, 데이터는 240Hz의 내부 분해능으로 수집되었고, 1초마다 보고되어 총 이동 거리(m)를 0.25cm의 유효 공간 분해능으로 정량화했습니다. 데이터는 Sable Systems Macro Interpreter v.2.41을 사용하여 EE와 RER을 계산하고 이상치(예: 잘못된 식사 이벤트)를 필터링하여 처리했습니다. 매크로 인터프리터는 모든 매개변수에 대한 데이터를 5분마다 출력하도록 구성되어 있습니다.
EE 조절 외에도, 주변 온도는 포도당 대사 호르몬 분비를 조절함으로써 식후 포도당 대사를 포함한 대사의 다른 측면도 조절할 수 있습니다. 이 가설을 검증하기 위해, 정상 체중 마우스에 DIO 경구 포도당 부하(2g/kg)를 가하여 체온 연구를 완료했습니다. 연구 방법은 추가 자료에 자세히 설명되어 있습니다.
연구 종료 시점(25일차)에, 마우스를 2~3시간 동안(오전 6시부터 시작) 절식시키고, 이소플루란으로 마취한 후, 안와 후정맥 천자를 통해 완전 채혈했습니다. 혈장 지질, 호르몬 및 간 지질의 정량 분석은 보충 자료에 설명되어 있습니다.
껍질 온도가 지방 분해에 영향을 미치는 지방 조직의 내재적 변화를 유발하는지 알아보기 위해, 마지막 단계의 출혈 후 마우스의 서혜부 및 부고환 지방 조직을 직접 절제했습니다. 조직은 보충 방법에서 기술된 새롭게 개발된 체외 지방 분해 분석법을 사용하여 처리했습니다.
갈색 지방 조직(BAT)은 연구 종료일에 수집하여 보충 방법에 설명된 대로 처리했습니다.
데이터는 평균 ± SEM으로 표현됩니다.그래프는 GraphPad Prism 9(La Jolla, CA)에서 만들었고 그래픽은 Adobe Illustrator(Adobe Systems Incorporated, San Jose, CA)에서 편집했습니다.통계적 유의성은 GraphPad Prism에서 평가하고 필요에 따라 대응표본 t-검정, 반복 측정 일원/이원 분산 분석 후 Tukey의 다중 비교 검정, 또는 대응표본이 없는 일원 분산 분석 후 Tukey의 다중 비교 검정을 통해 검정했습니다.데이터의 가우시안 분포는 검정 전에 D'Agostino-Pearson 정규성 검정으로 검증했습니다.표본 크기는 "결과" 섹션의 해당 섹션과 범례에 표시됩니다.반복은 동일한 동물(생체 내 또는 조직 샘플)에서 측정한 것으로 정의됩니다.데이터 재현성 측면에서 에너지 소비와 케이스 온도 간의 연관성은 유사한 연구 설계를 가진 서로 다른 마우스를 사용한 네 가지 독립적인 연구에서 입증되었습니다.
자세한 실험 프로토콜, 재료 및 원시 데이터는 주저자인 Rune E. Kuhre에게 요청 시 제공됩니다. 본 연구는 새로운 고유 시약, 형질전환 동물/세포주, 또는 시퀀싱 데이터를 생성하지 않았습니다.
연구 설계에 대한 자세한 내용은 이 기사에 링크된 Nature Research Report 초록을 참조하세요.
모든 데이터는 그래프를 형성합니다. 1~7번 데이터는 Science 데이터베이스 저장소(접근 번호: 1253.11.sciencedb.02284 또는 https://doi.org/10.57760/sciencedb.02284)에 저장되었습니다. ESM에 표시된 데이터는 적절한 테스트 후 Rune E Kuhre에게 전송될 수 있습니다.
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Keijer, J., Li, M. & Speakman, JR 쥐 실험을 사람에게 적용하는 데 가장 적합한 사육 온도는 무엇입니까? Keijer, J., Li, M. & Speakman, JR 쥐 실험을 사람에게 적용하는 데 가장 적합한 사육 온도는 무엇입니까?Keyer J, Lee M, Speakman JR 쥐 실험 결과를 사람에게 옮기는 데 가장 적합한 실내 온도는 무엇입니까? Keijer, J., Li, M. & Speakman, JR의 더 많은 정보는? Keijer, J., Li, M. & Speakman, JRKeyer J, Lee M, Speakman JR 쥐 실험 결과를 사람에게 옮길 때 최적의 쉘 온도는 무엇입니까?Moore. 신진대사. 25, 168–176(2019).
Seeley, RJ & MacDougald, OA 인간 생리학을 위한 실험 모델로서의 마우스: 사육장의 온도가 몇 도 정도 차이가 나는 경우. Seeley, RJ & MacDougald, OA 인간 생리학을 위한 실험 모델로서의 마우스: 사육장의 온도가 몇 도 정도 차이가 나는 경우. Seeley, RJ & MacDougald, OA Мыши как экспериментальные 모델의 для физиологии человека: когда несколько градусов в жилиЂ имеве 이해하기. Seeley, RJ & MacDougald, OA 인간 생리학을 위한 실험 모델로서의 쥐: 주거 공간의 몇 도 차이가 차이를 만들어낼 때. Seeley, RJ & MacDougald, OA 소규모 작업의 생물공학적 실험 유형은 다음과 같습니다. Seeley, RJ & MacDougald, OA Mыши Seeley, RJ & MacDougald, OA как экспериментальная 모델 физиологии человека: когда несколько градусов температуры в помечении 즉시 인식됩니다. Seeley, RJ & MacDougald, OA 마우스를 인간 생리학의 실험 모델로 활용: 실내 온도가 몇 도만 낮아도 문제가 될 때.국민대사. 3, 443–445 (2021).
Fischer, AW, Cannon, B. & Nedergaard, J. "마우스 실험을 인간에게 적용하는 데 가장 적합한 사육 온도는 무엇인가?"라는 질문에 대한 답 Fischer, AW, Cannon, B. & Nedergaard, J. "마우스 실험을 인간에게 적용하는 데 가장 적합한 사육 온도는 무엇인가?"라는 질문에 대한 답 Fischer, AW, Cannon, B. & Nedergaard, J. "마우스 실험 결과를 사람에게 옮기는 데 가장 적합한 실내 온도는 무엇입니까?"라는 질문에 대한 답변 Fischer, AW, Cannon, B. & Nedergaard, J. 问题的答案“将小鼠实验转化为人类的最佳壳温島是多少?” 피셔, AW, 캐논, B. & Nedergaard, J.Fisher AW, Cannon B., Nedergaard J. "마우스 실험 결과를 인간에게 옮길 때 최적의 껍질 온도는 무엇인가?"라는 질문에 대한 답변예: 열중성. 무어. 대사. 26, 1-3 (2019).
게시 시간: 2022년 10월 28일
